ENSAYOS DE LIBERACIÓN CONTROLADA DEL
BIOPESTICIDA AZADIRACTINA MICROENCAPSULADO
Córdoba Estévez, Mónica; Arata, Juan E.; Pereyro, M.Agustina; Hermida, Laura G.
INTI Química
mcordoba@inti.gob.ar

Introducción
En un futuro, por cuestiones de regulación
ambiental, los pesticidas sintéticos
posiblemente sean desplazados por
biopesticidas para el control de plagas en el
AGRO. La azadiractina (AZA), insecticida
ecológico presente en las semillas del árbol de
Neem, actúa de modo selectivo sobre más de
200 de especies de insectos siendo de baja
toxicidad para el resto de los organismos [1]. El
producto comercial empleado habitualmente es
una mezcla compleja de sustancias entre las
cuales la AZA-A es el componente activo más
abundante. El uso de AZA en la agricultura es
limitado debido a que es altamente susceptible
a la fotodegradación [2,3].
Para sortear esta dificultad se planteó la
posibilidad de microencapsular el activo en
partículas de etilcelulosa agregando 2-hidroxi-
benzofenona como estabilizante frente a la luz
UV (MP). El agente activo se encuentra
formando una estructura matricial junto al
polímero, lo que posibilita modular su
liberación. De esta manera, se lograría una
dispersión homogénea y estable del plaguicida
durante su aplicación, se evitarían perdidas por
fotodegradación, se emplearían menores
cantidades de activo y se disminuiría el número
de aplicaciones [4,5].

Objetivo
El objetivo de este trabajo fue evaluar durante
20 días la liberación en agua de AZA
microencapsulada y comparar su performance
frente al activo sin encapsular. Las
concentraciones de trabajo en este estudio se
encuentran por debajo del límite de detección
de detectores convencionales, por ello fue
necesario desarrollar el método de análisis
cuantitativo mediante HPLC-MS en fase
reversa.

Descripción
Las MP se obtuvieron usando etilcelulosa (EC),
un polímero biocompatible que se comercializa
en el país. Las partículas se prepararon
mediante la técnica de emulsión-evaporación
de solvente según lo descripto previamente
(Hermida et al, 2013). En trabajos anteriores se
optimizaron algunos parámetros, como el peso
molecular de la EC (expresado como
viscosidad), la concentración del surfactante
empleado, la relación AZA:EC, la concentración
de la 2,4 dihidroxibenzofenona (HBF) como
estabilizante UV y la relación fase orgánica/
fase acuosa de la emulsión (1:3 y 1:5). Las
variables de respuesta estudiadas fueron el
rendimiento (R%), la eficiencia de
encapsulación (EE%), el diámetro medio (Dm)
determinado por difracción láser y la
morfologia, evaluada por microscopía de
barrido electrónico (SEM).

Figura 1: Imagen SEM de micropartículas a 5,000x de
AZA+EC+HBF 10%

Sistema %EE R% Dm (µm)
MP-7 73 ± 2 0.037 ± 0.002 0,995
Tabla 1: Eficiencia de Encapsulación (EE%);
Rendimiento (R%) y Diámetro medio (Dm) de MP-7

La formulación comercial de Azadiractina es un
extracto de semillas de Neem que contiene al
menos 30% de AZA A y B.

Figura 2: Cromatograma HPLC-MS SIR de los
componentes principales de la formulación.

Para la determinación del contenido de AZA-A
encapsulado se desarrolló un método por
cromatografia líquida de alta performance
acoplada a espectrometría de masa (HPLC-
MS), con modo de ionización Electrospray
positivo (ESI+) operando en el modo “single
ion recording (SIR)” y seleccionando el ion del
aducto sodiado [M+Na]+ a 743 m/z
correspondiente al componente mayoritario
AZA-A.
Se utilizó un equipo Waters Quattro Premier XE
equipado con módulo de separación HPLC
Alliance (Waters).
La separación por HPLC se llevo a cabo con
una columna XTerra RP8, 5µ, (4.6x150)mm
y fase móvil Agua : Acetonitrilo (65:35) + 0.1%
ácido fórmico a un flujo de 0.3mL/min,
isocrático.
Para el estudio de liberación se mantuvieron
las MP en suspensión en condición sink
(condiciones de exceso de medio de
disolución) en agua con agitación suave
protegidas de la luz y a 23ºC. De la misma
manera se trabajó con una solución de AZA sin
microencapsular. Se fueron tomando alícuotas
de ambas muestras en el tiempo y se
analizaron por duplicado por HPLC-MS SIR .


Resultados
El porcentaje de liberación de AZA-A se calculó
en función del contenido incial del mismo en las
MP. Se presenta en el gráfico el porcentaje de
liberación de AZA-A en función del tiempo para
las MP-7 y para la solución de AZA sin
encapsular.


Figura 3: Cinética de liberación de AZA-A en las MP-7 y
en la solución de AZA sin microencapsular

En el caso de las MP, se observa un perfil de
liberación que se ajusta perfectamente con una
curva exponencial de primer orden de fórmula
Qt = Qt• (1 - exp(-Bt)) donde Qt es el
porcentaje de liberación a un cierto tiempo; Qt•
es el porcentaje de liberación a tiempo infinito y
B la constante cinética de liberación.

Sistema Qt• B R^2 t1/2 (hs)
MP-7 73 ± 2 0.037 ± 0.002 0,995 19 ± 1
Tabla 2:. Tiempo de liberación media y parámetros
obtenidos en el ajuste de la curva exponencial de
primer orden.

Experimentalmente se observó que al
microencapsular el activo se moduló su
liberación en el tiempo, obteniéndose un
tiempo de liberación media de (19 ± 1) hs. A su
vez, la liberación del activo no fue completa, ya
que se alcanzó un porcentaje de liberación
máximo de 73%. Para descartar pérdidas por
hidrólisis o degradación del activo en este
sistema se cuantificó el contenido remanente
en las MP después de las 360hs, dando como
resultado un (22 ± 4)%, porcentaje
complementario al liberado.
En el caso de la solución de AZA sin
microencapsular la concentración del activo se
mantuvo constante en el tiempo, lo que indica
que no hubo degradación del mismo.


Conclusiones
El método analítico desarrollado fue apropiado
para el estudio de liberación del activo
microencapsulado. La alta sensibilidad de la
espectrometría de masa permitió cuantificar los
bajos niveles de concentración obtenidos en el
presente estudio.
Pudo ajustarse el perfil de liberación a un
modelo matemático conocido. La cinética de
liberación de primer orden tiene como principal
característica la dependencia del proceso con
la concentración de activo, por ello no es
posible llegar a una liberación total del mismo.
A futuro sería conveniente evaluar la liberación
in vivo de las MP en un sistema que se
asemeje aún más a la aplicación en campo.

Bibliografía

1. Kreutzweiser, T.M. Sutton, R.C., Pangle, Thompson
(2004). Aquat. Toxicol.
2. Raizada, R.B.; Srivastava, M.K.; Kaushal, R.A.;
Singh, R.P. (2001) Food Chem. Toxicol.
3. Riyajan, S.; Sakdapipanich, J.R. (2009) Chem, Eng.
J.
4. Deota, P.T.,Upadhya, P.R.; Valodkar, V.B. (2010)
Nat. Prod. Res.
5. Rojas, O. (2004) Revista Iberoamericana de
Polímeros